Гостиница для попугаев и птиц: Mr.Parrot

Энциклопедия владельца птицы

 

Определение пола птиц ПЦР методом

 

Статья была опубликована в сборнике "Орнитологические исследования в зоопарках и питомниках" под ред.

Директора Московского зоопарка, Президента ЕАРАЗА, Члена корреспондента РАЕН В.В.Спицина. Москва 2003.

 

    Существует ряд методов определения пола птиц: морфологические промеры, поведенческие, лапароскопический и др. Однако большая часть из них не дает гарантированного ответа, особенно для молодых неполовозрелых птиц.

 

    Определение пола птиц по морфологическим промерам довольно часто может быть ошибочно из-за индивидуальных отклонений от среднестатистических норм. Поведенческие признаки - ненадежны, так как птицы по тем или иным причинам могут взять на себя роль другого пола и демонстрировать поведение, характерное для этого пола. Лапароскопическое определение пола птиц не дает гарантированного результата для молодых неполовозрелых птиц. В течение нескольких лет мы определяли пол птиц по цитогенетическим препаратам (самки - гетерогаметны - имеют ZW-половые хромосомы, самцы - гомогаметны - ZZ-половые хромосомы), методом культивации лейкоцитов. Но этот метод сильно зависел от состава крови. Кровь должна быть свежей - ее следовало хранить не более 2-3 дней при температуре не выше +3 +4° С.

 

    В 2001 году по инициативе Рабочей группы по журавлям Евразии был проведен семинар по использованию генетических методов в работе по разведению редких видов журавлей. Семинар проводил К. Джонс - сотрудник Чикагского университета. Затем на базе Медико-Генетического Центра нами была начата работа по определению пола птиц методом ПЦР (полимеразная цепная реакция), разработанным Гриффитсом (Griffiths at al., 1998). Метод ПЦР позволяет избирательно синтезировать (амплифицировать) in vitro относительно небольшие участки ДНК длиной от нескольких десятков до нескольких сотен пар нуклеотидов, реже до 1000-2000. Амплификация идет циклами, реакция проводится в программируемом приборе-амплификаторе, обычно задается 30-50 циклов, вследствие чего количество копий данного участка увеличивается до миллиарда. Гриффитсом с соавторами был найден ген - хромохеликаза ДНК (CHD) расположенный на Z- и W- хромосомах. Но длина (количество нуклеотидов) копий гена на Z- и W- хромосоме разная. Таким образом, у самок копии этого гена отличаются по длине на разных половых хромосомах, а у самцов одинаковы по размерам. Поэтому, после того, как данный ген в приборе амплификатор будет размножен до досточного для анализа количества, и после проведения электрофореза в геле (ДНК - отрицательно заряжен, скорость передвижения участков ДНК в геле зависит от их размера - более короткие участки двигаются быстрее, чем более длинные), мы можем видеть в геле две полосы для самок и одну для самцов. У разных видов разница в длинах ДНК на Z- и W-хромосомах отличается. Так, она значительна у многих видов попугаев, а у хищных видов птиц - невелика. У сов разница в длине фрагментов очень мала, поэтому следует использовать дополнительные методы, и анализ пола у сов этим методом довольно труден, но возможен. Для страусов  этот метод пока не годится. Для остальных групп птиц этот метод подходит. Он не имеет ограничения в возрасте птиц, их состояния и времени года. Данный метод удобен и тем, что не требует большого количества крови - достаточно капли на фильтровальной бумажке, или даже пера птицы (перо следует выдернуть); позволяет перевозить образцы на большие расстояния и хранить при необходимости материал длительное время без специальных условий; высоко надежен.

 

    В течение 2001-2002 гг. мы успешно определили пол у следующих видов: стерх Grus leucogeranus - 40; японский журавль G. japonensis - 37; серый журавль G. grus - 7; даурский журавль G. vipio - 10; красавка Anthropoides virgo - 9; венценосный журавль Balearica pavonina - 4; пингвин Гумбольдта - Spheniscus humboldti - 12; очковый пингвин Spheniscus demersus - 5; черный гриф Aegypius monachus - 7; бородач Gypaetus barbatus - 3; стервятник Neophron percnopterus - 8; белоголовый сип Gyps fulvus - 8; беркут Aquila chrysaetos - 3; степной орел A. rapax - 1; большой подорлик A. clanga - 1; сапсан Falco peregrinus - 2; белый аист Ciconia ciconia - 2; красный ара Ara macaw - 4; большой желтохохлый какаду Cacatua galerita - 3; обыкновенная розелла Platycercus eximius - 1; синелобый амазон Amazona aestiva - 4; венесуэльский амазон A. amazonica - 2 и жако Psittacus erithacus - 5. Таким образом, был определен пол у 188 особей 23 видов. Анализ пола проводился для птиц из коллекций Московского зоопарка, питомника редких видов журавлей Окского государственного биосферного заповедника, Пермского зоопарка, Ленинградского зоопарка, зоопарка Ростова-на-Дону, Казанского зооботсада, Ивановского зоопарка, Ташкентского зоопарка.

 

    Данный метод позволяет обслуживать в одной лаборатории различные зоопарки и питомники. Возможно его применение для изучения соотношения полов в диких популяциях, так как материал для анализа можно хранить длительное время и перевозить на большие расстояния.

 

    Благодарим К. Джонса (Чикаго) - за проведенный семинар и помощь реактивами и оборудованием, членов Рабочей группы по журавлям Евразии (Ильяшенко Е, Роздину О., Кашенцеву Т.) - за организацию семинара, сотрудников лаборатории наследственных болезней обмена Медико-генетического Центра (Букину Т.А., Букину А.А., Захарову Е.Ю., Воскобоеву Е.Ю.) - за предоставление оборудования для работы.

 

    Список литературы:

 

  1. R. Griffiths, M.C. Double, K. Orr and R.J. Dawson. 1998. A DNA test to sex most birds. Molecular Ecology, N 7, pp. 1071-1075.
  2. Е.П. Соколов, В.Г. Высоцкий. 2001. Быстрый метод молекулярного определения пола воробьиных птиц. Зоологич. журн, том 80, N 11, с. 1384-1386.
  3. C.Y. Miyaki, R. Griffiths, R. Orr and others. 1998. Sex identification of parrots, toucans, and curassows by PCR: Perspectives for wild and captive population studies. Zoo Biology, v.17, issue 5, pp. 415-423.
  4. O. Nesterenko. 2002. Use of genetic methods for sexing birds in Russian breeding programs. Advances in Ethology, Contributions to the 4 International Symposium on Physiology and Behaviour of Wild and Zoo Animal, Berlin.
  5. O.N. Nesterenko. 2002. Use of genetic methods for sexing cranes in Russian captive breeding programs. China Crane News, 2002, v. 6, Suppl., p 43. (Abstracts of the international crane workshop, August 9-10, 2002, Beijing, China).
  6. Th.J. Sabo, R. Kessel, J.L. Halverson at al. 1994. PCR - based Method for sexing Roseate Tearns (Sterna dougallii). The Auk 111(4): 1023-1027.

 

Summary 
O.N. Nesterenko. New genetic method to sex birds. This article covers the problem of sexing of birds in captivity. Because many avian species do not have sexual dimorphism or it becomes apparent only at maturity, development of sex-identification techniques for birds is important for breeding and conservation programs. Now we use PCR-based method (based on two conserved CHD - genes, that are located on the avian sex chromosomes): (Griffiths et al.,1998). Recently we successefully sexed birds of 23 species. This method is suatable for sexing the most birds exept Ratitae.

 

О.Н. Нестеренко
Московский зоопарк